Введение. Для лечения колотых и резаных ран, профилактики послеоперационных осложнений применяют комплексный подход с применением мазей, содержащих в составе антибактериальные и антисептические вещества [1].На сегодняшний день хирургическая обработка ран является основой лечения и профилактики осложнений [2]. В ряде случаев отме­чается необходимость проведения повторных хирургических вмешательств, которые препятствуют своевременной регенерации тканей [3]. Важнейшим механизмом поддержания процессов восстановления организмом утраченных или поврежденных структур является активация регенерационной способности поверхностных слоев кожи [4]. Комплексный подход к проблеме заключается в обработке раневой поверхности в фазе воспаления (борьба с инфекцией, адекватное дренирование, ускорение процесса очищения раны, снижение системных проявлений воспалительной реакции) [5–7].Высокую эффективность показывают методики лечения, связанные с использованием мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток (ММСК). Однако они имеют серьезные ограничения для широкого использования в клинической практике, связанные со сложнос­тью получения костного мозга (в прошлом как основного источника ММСК), высокой стоимос­тью клеточного продукта и необходимостью длительного культивирования для получения терапевтического количества ММСК [8]. Коллагеновое покрытие «Люцерон» (экстракт люцерны посевной) положительно влияет на регенерацию тканей во второй фазе раневого процесса [9]. В связи с этим поиск новых решений и действующих веществ для восстановления и заживления ран является актуальным.Доказано, что экстракт из личинок большой восковой моли обладает антибактериальным эффектом, связанным с группой пептидов и белками аполифорины III, лизоцимом [10]. Имеются факты, что продукты жизнедеятельности (ПЖ) личинок G. mellonella ослабляют антибиотикорезистентность Esherichia coli и усиливают действие ряда антибиотиков (левомицитин, энрофлоксацин, гентомицин, доклицитин) [11].Цель исследования – определение эффекта регенерации покровных тканей при использовании фракций продуктов жизнедеятельности личинок G. mellonella в условиях экспериментальной модели резаной раны.Задачи: изучить микробный состав ран до и в процессе применения фракций продуктов жизнедеятельности личинок G. mellonella; выя­вить фазы течения раневого процесса при использовании изучаемых экстрактов; определить динамические показатели регенеративной способности в исследуемых группах по площади.Объекты и методы. Исследование проводили на базе Удмуртского ФИЦ УрО РАН и на кафедре эпизоотологии и ветеринарно-санитарной экспертизы УдГАУ в период 2021–2022 гг. Объект исследования – водные растворы фракций продуктов жизнедеятельности личинок G. mellonella. Лабораторных мышей содержали в условиях вивария Удмуртского ФИЦ УрО РАН на стандартном рационе с учетом положений международной конвенции о «Правилах работ с экспериментальными животными» (European Communities Council Directives of 24 November 1986, 86/609/EEC). Для проведения эксперимента были выбраны здоровые животные, прошедшие карантин в течение 7 сут. Пос­ле чего животных разделяли методом пар-аналогов на 3 группы по 5 голов в каждой. Для животных доступ к еде и воде был неограничен. Исследуемые растворы изготавливали методом экстрагирования продуктов жизнедеятельности личинок G. mellonella и последующим фракционированием на две фракции: легкую и тяжелую. Схема исследований представлена в таблице 1.  Таблица 1 Схема исследования ГруппаИсследуемые веществаДозировкаКонтрольХлордиксидина биглюканат 0,05 %0,075 мл1-я опытная15 % раствор легкой фракции ПЖ2-я опытная15 % раствор тяжелой фракции ПЖ  Моделирование эксперимента резаной раны покровных тканей животных проводили под анестезией. Внутрибрюшинно вводили ксилазина гидрохлорид (20 мг/мл) из расчета 0,15 мл/кг живой массы тела с тилетамина гидрохлоридом (0,05 мл/кг рабочего раствора). Создание модели экспериментального разреза осуществлялось путем предварительного сбривания шерсти экспериментального участка спины с последующим надрезом скальпелем и резекцией участка кожи по шаблону размером 15 мм (рис. 1).В ходе эксперимента оценивали общее сос­тояние животных, двигательную активность, состояние раневой поверхности по фазам течения (воспаление, регенерация, эпителиализация) планиметрическим методом по способу J.I. Kundin [12].    Рис. 1. Модель резаной раны у мыши  Рассчитывали площадь раны по формуле                      S раны = L · W · 0,785, где L – длина раны; W – ширина раны.Ежедневно оценивали внешний вид раны, наличие и характер экссудата, наличие и вид грануляционной ткани, регистрировали изменение площади раневой поверхности (по способу J.I. Kundin), отмечали сроки заживления ран. Учет данного показателя фиксировали на 1-, 7-, 10- и 20-е сут.Для оценки эффективности заживления раневых поверхностей проводили микробиологическое исследование с использованием стандартной методики бактериологических посевов в соответствии с «Методами бактериологичес­кого исследования условно патогенных мик­роорганизмов в клинической микробиологии» (1991). Количественный анализ проводили методом смыва с раневой поверхности стерильным тампоном с последующим посевом на питательные среды МПА и Сабуро. Культивирование изучаемых образцов на МПА осуществляли в термостате при 37 °С в течение 24 ч, на Сабуро – при 27 °С в течение 5 сут. Материал для бактериологического исследования отбирали на 2-, 10- и 17- сут после нанесения дефекта. Сос­тав микрофлоры оценивали при микроскопии мазка, окрашенного по методу Грамма.Оценка фаз раневого процесса производилась по четырехбалльной системе – от нуля до трех баллов. Положительно оцениваемые процессы заживления оценивались по возрастающей шкале баллов, негативно оцениваемые процессы заживления оценивались по нисходящей шкале баллов: 0 – нет эффекта; 1 – сильный; 2 – средний; 3 – слабый.Сравнительную оценку фаз в экспериментальных группах проводили с использованием анализа фотографий и метода линейной оценки размера дефекта. Статистические исследования проведены на основе стандартных клинических рекомендаций. Количественные данные представлены как среднее арифметическое (М) ± стандартное отклонение (SD) в случае нормального распределения. За статистически значимые изменения принимался уровень достоверности р < 0,05.Результаты и их обсуждение. После нанесения изучаемых растворов на раневые поверхности в первые часы после операции было выявлено, что у мышей контрольной группы рана намокала, отсутствовало образование корочки. При использовании раствора легкой фракции ПЖ 15 % раневая поверхность подсыхала, образовывалась корочка. При нанесении раствора темной фракции ПЖ отмечено подсыхание раны и образование корочки темно-коричневого цвета. У мышей контрольной группы на раневой поверхности струп визуально был более массивным и плотным, чем у мышей опытных групп. Данное явление характерно для классического течения раневого процесса с пос­ледующим образованием значительного количества соединительной ткани и, как следствие, наличием косметических дефектов [13].На 2-е сут после нанесения дефекта все животные проявляли нормальную двигательную активность, признаков осложнений вследствие применения анестезии не наблюдали.В контрольной группе динамика микрофлоры с течением времени меняется. При первом исследовании преобладает кокковая микрофлора, в отдельных случаях совместно с палочковой (бациллы и энтеробактерии), в последующие периоды – определяется микрофлора смешанного характера (мицелий плесневых грибов, дрожжи), в конце исследования – кокковая микрофлора с наличием незначительного количества палочек (споровых бацилл и энтеробактерий). У животных первой опытной группы при первом исследовании присутствуют бациллы и энтеробактерии с преобладанием кокковой флоры. На 10-е сут состав микрофлоры преимущественно кокковый, энтеробактерии определяются лишь у одной особи незначительно. На 17-е сут преимущественно вся микрофлора кокковая. У животных второй опытной группы на 2-е сут выявлено преобладание палочковой флоры у отдельных особей и смешанная флора, в т. ч. дрожжи. При повторном исследовании – смешанная флора с преобладанием кокковой.На 17-е сут – преобладание кокковой флоры.Источником микрофлоры могут являться фекалии мышей (это микрококки, стрептококки фекальные и энтеробактерии), разнообразные бациллы и микрококки из внешней среды и фекального загрязнения. Кроме того, данная условно-патогенная микрофлора является естественной для кожных покровов млекопитающих (табл. 2). Таблица 2 Количественный состав микробиоты ран, КОЕ/ см2 Группа3-й день7-й день10-й день МПАКонтроль429,33±70,67500,0±0,01664,0±64,08%1001001001-я опытная141,00±24,50305,33±109,53481,33±150,99% к контролю32,861,072,52-я опытная132,67±25,44309,33±156,06495,33±58,23% к контролю30,961,874,6***P ≥ 0,001 при достоверной разнице с контролем.  По результатам данных таблицы 3 к 10-м сут выявлено увеличение числа микроорганизмов во всех исследуемых группах. В контроле первоначально КОЕ выше, чем в опытных группах, в среднем в три раза, что свидетельствует о недостаточной санации раны. В контроле отмечается тенденция незначительного роста КОЕ на протяжении всего эксперимента. В опытных группах при применении водных экстрактов количество КОЕ на 7-е и 10-е сут меньше, чем в контроле, на 62 и 73,5 % соответственно. Для объективной картины заживления ран при санации исследуемых растворов по балльной шкале проведена оценка фаз течения раневого процесса (табл. 3).  Таблица 3 Фазы течения раневого процесса (визуальная оценка) ПоказательКонтроль1-я опытная2-я опытная1234I. Фаза воспаления (П1)3771. Отек и покраснение окружающих рану тканей0322. Процессы экссудации0123. Некротизация тканей333II. Фаза регенерации3441. Наличие экссудата и отека через 5 дней0002. Уменьшение площади процесса3123. Интенсивность грануляции ткани032Окончание табл. 31234III. Фаза эпителизации31371. Наличие дефекта0322. Созревание соединительной ткани0313. Заживление первичным натяжением0104. Затягивание под струпом1115. Нагноение раны2336. Интенсивность (площадь) рубцовой ткани020Итого92414  Из таблицы 4 видно, что в фазе воспаления в контроле процессы происходят сложнее (отек, процесс экссудации), чем в опытных группах. Некроза во всех исследуемых группах не выявлено. По визуальной оценке ран отмечается, что фаза регенерации легче происходит в опытных группах за счет интенсивной грануляции тканей. На стадии эпителиализации в опытных группах процессы проходили легче и быстрее по ряду показателей (затягивание под струпом, интенсивность рубцовой ткани и др.). Итоговые показатели показывают эффективность процесса заживления раны, соответствующие условиям эксперимента контрольной группы животных, с обработкой легкой фракции и тяжелой фракции.В конце эксперимента на 20-е сут выявлено, что при применении водного раствора легкой фракции ПЖ рубец едва заметный, соединительная ткань не дифференцирована, светло-розового оттенка. В месте хирургического вмешательства имеется шерсть, наблюдается полное смыкание раневой поверхности без образования соединительной ткани. Срастание рубца по первичному натяжению. При обработке раневой поверхности водным раствором тяжелой фракции ПЖ обнаружено, что соединительной ткани больше, чем у мышей 1-й опытной группы. На раневой поверхности нет шерсти, смыкание раневой поверхности неполное, происходит замещение соединительной тканью. Цвет рубцовой ткани темно-красного или малинового цвета. В контрольной группе рана зажила не полностью, визуально видны края раны. Динамические показатели регенерации раневой поверхности представлены в таблице 4. Таблица 4Фото динамических показателей заживления ран  Контроль1-я опытная2-я опытная1-е сут 20-е сут   Сопоставление фотографий выявляет четкую разницу заживления ран в опытных группах и контроле (края раны ровные есть смыкание, нет грануляции). В дополнение к полученным результатам был произведен расчет площади раны (табл. 5). Таблица 5Средняя площадь раны, мм2 Группа1-е сут % 20-е сут %Контроль0,2251000,2151001-я опытная0,2251000,03013,952-я опытная0,2251000,15069,76  Представленные результаты свидетельствуют, что водные растворы положительно влияют на регенерацию тканей. Разница значений контроля с 1-й опытной группой в 7 раз, во 2-й группе – в 1,4 раз. Заключение Качественный и количественный состав микрофлоры ран в опытных группах отличается от контрольной группы. В опытных группах при применении водных экстрактов количество КОЕ на 7-е и 10-е сут меньше, чем в контроле, на 62 и 73,5 % соответственно. Во 2-й опытной группе КОЕ на 67,9 % меньше, чем в контроле. При санации раствором легкой фракции КОЕ выше на 2,5 %, чем в контроле. Качественный состав микрофлоры у мышей первой опытной группы был представлен преимущественно кокковыми формами микроорганизмов.Фазы течения раневого процесса при использовании растворов продуктов жизнедеятельности протекают быстрее и легче, чем в контроле, что подтверждает визуальная оценка по балльной шкале.Динамические показатели регенеративной способности по площади различаются с 1-й опытной группой в 7 раз, во 2-й группе – в 1,4 раза по сравнению с контролем.Таким образом, легкая фракция продуктов жизнедеятельности личинок G. mellonella больше стимулирует регенерацию тканей и положительно влияет на данные процессы, чем тяжелая фракция.